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L'utilisation du
microscope optique
en mycologie et lichénologie |
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Les produits chimiques indispensables
à la microscopie peuvent être obtenus une fois par an lors de la
session de microscopie qui se déroule chaque année, en février, au
laboratoire de Fontainebleau.
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| 4. Les fixateurs et milieux d'inclusion | UP | ||
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Les fixateurs sont des mélanges qui tuent les cellules, rendent les constituants insolubles, stabilisent les structures cytoplasmiques afin qu'elles conservent l'aspect qu'elles présentaient à l'état vivant. Cette étape est indispensable si on désire faire des inclusions dans la paraffine ou dans le PEG (Polyéthylène Glycol). Plusieurs dizaines de compositions existent en fonction des structures cytoplasmiques ou pariétales que l'on désire étudier ; nous nous limiterons ici à deux compositions, anciennes mais classiques, à base d'acide picrique (= trinitrophénol). a) Le fixateur de Bouin (mis au point en 1897 pour l'étude anatomique des tubes séminifères)
Il est conseillé de préparer le mélange juste avant l'emploi ou selon MAIRE et LANGERON de saturer d'acide picrique du formol au quart selon la formule suivante :
Il suffit alors d'ajouter à ce mélange, au moment de l'emploi, 5% d'acide acétique glacial. L'avantage de cette formule est d'augmenter la teneur en acide picrique. b) Le fixateur de Hollande (1918) augmente la teneur en acide picrique par addition d'acétate neutre de cuivre et surtout élimine le gonflement des cellules, observé avec la formule précédente. Hollande recommande les proportions suivantes :
En mycologie courante, sauf exception (étude des noyaux, de certaines basides selon les techniques de R. Kühner), et contrairement à ce qui se passe dans les divers domaines de la biologie, l'utilisation des fixateurs est rare. Les cellules fongiques sont très fragiles, elles supportent mal les manipulations techniques imposées aux coupes fixées ; dans la majorité des cas, nous serons réduits à travailler sur le vivant en essayant de détruire le moins possible l'agencement des structures. Il n'y a qu'en cas d'inclusion que la fixation est indispensable. c) Quelques milieux d'inclusion : Lors de la réalisation de préparations microscopiques, il est indispensable de dissocier les éléments à observer en écrasant plus ou moins la lamelle sur la lame afin d'obtenir une préparation lisible. Cette technique classique et très courante ne présente pas d'inconvénient majeur pour l'observation de structures isolées (spores, cystides, basides, poils du revêtement…). En ne dissociant pas trop, il est même possible d'observer l'agencement des cellules, les unes par rapport aux autres. Toutefois les mycologues qui désirent observer les cellules dans leur disposition exacte sont obligés de faire des coupes minces. Le matériel fongique étant "mou", ces coupes minces sont difficiles à réaliser et la solution pour les rendre peu déformables est de les inclure dans un produit qui durcit au refroidissement. La technique étant longue et souvent complexe (nécessité d'utiliser un microtome) fera l'objet d'un autre article ; nous nous limiterons à citer les principaux milieux utilisés. - Les milieux non aqueux : La paraffine est le milieu le plus utilisé. Elle fond entre 50 et 65°C. Après traitement, la pièce à couper est placée dans un petit moule contenant la paraffine liquide. Après refroidissement, les coupes sont réalisées puis déparaffinées avec des solvants à base de benzène, toluène, xylène… Elles sont ensuite colorées. Méthodes complexes à réserver aux laboratoires bien équipés. - Les milieux hygrophiles : - Le PVA (Alcool
polyvinylique) Pour les amateurs, il semble que les PEG, qui se préparent assez rapidement avant l'emploi sont les plus simples à utiliser. |
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