Principaux produits chimiques utilisés en Lichénologie
par Jean-Pierre Gavériaux - jp.gaveriaux@numericable.fr - 2ème partie


 

1. les produits pour les réactions
colorées thallines

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2. les réactifs pour l'étude des
structures microscopiques

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3. les réactifs pour les
microcristallisations

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4. les produits pour la
chromatographie

2ème partie - Les produits pour les observations microscopiques


 

 

 

 

Un milieu de conservation est un mélange (contenant la coupe préalablement colorée) qui durcit progressivement et permet la conservation des préparations (alors appelées préparations permanentes).

 

 

Photos

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La conservation des préparations

Lorsqu'on a passé beaucoup de temps sous la loupe binoculaire à réaliser des coupes, à utiliser divers produits pour les colorer et que le résultat obtenu semble satisfaisant, le besoin de conserver les préparations microscopiques pour une observation ultérieure est indéniable.

 

Se pose alors le problème du choix du milieu de conservation définitif.

 

En botanique, les préparations sont montées dans le baume du Canada ou dans une résine de synthèse (type Eukitt ou Naphrax...) après séjour dans l'alcool absolu et le xylène pour éliminer l'eau qu'elles contiennent. Cette technique n'est pas applicables aux structures fongiques qui ne supportent pas la déhydratation. Heureusement plusieurs solutions de conservation en milieu aqueux sont à notre disposition.

 

a) Le liquide de Hoyer est un mélange qui permet de conserver les préparations montées en milieu aqueux. Une goutte de liquide est placée sur la lame, on y introduit la coupe (préalablement colorée) à conserver. La coupe est délicatement placée en utilisant sous la loupe binoculaire des minuties (épingles très fines utilisées par les collectionneurs de papillons). On place la lamelle qui étale tout doucement le liquide (ne pas appuyer immédiatement).

Au bout de quelques jours, la préparation est bordée avec du vernis à ongles (incolore) pour la rendre étanche, éviter qu'elle se déshydrate et qu'il y ait entrée de substances qui pourraient attaquer le milieu de conservation.

 

Composition du liquide de Hoyer

Eau bidistillée ..............................................  50 mL
Gomme arabique ........................................  30 g
Chloral hydraté .........................................  200 g
Glycérine ..................................................... 16 mL

Préparation : mélanger les 30 g de gomme arabique avec l’eau en agitant. Il faut ensuite attendre plusieurs jours pour avoir passage de la gomme arabique en solution. Dissoudre les 200 g de chloral hydraté (attendre également la dissolution totale). Ajouter finalement la glycérine.

 

b) La glycérine gélatinée souvent choisie pour la conservation de grains de pollens peut également être utilisée en mycologie et lichénologie. À la température normale, la glycérine est figée. Dans un verre de montre (ou directement sur une lame) placé sur une plaque chauffante, la gélatine glycérinée est chauffée légèrement (80°C) afin qu'elle se liquéfie. Eviter de remuer pour ne pas apporter de bulles d'air.

 

La pièce à inclure, préalablement mise en attente dans le mélange glycérine / eau (50/50), est placée délicatement dans la gélatine liquéfiée. Il faut éviter l'apport de bulles d'air qu'il n'est pas possible d'éliminer par la suite.

Mettre une lamelle. Laisser refroidir plusieurs heures. Luter avec du vernis à ongle ou de la peinture à maquette. Cette préparation se gardera plusieurs semaines (préparation semi-permanente).

 

Pour avoir une conservation plus longue il faut introduire du phénol ou du thymol (Le thymol remplace avantageusement le phénol, il ne dégrade pas aussi rapidement les colorants et les chlorophylles).

 

Préparation de la glycérine gélatinée (selon John White)

Gélatine ........................................  1 part
Eau bidistillée ................................  6 part
attendre 2 heures et ajouter :
Glycérine ....................................... 7 part
Thymol (pur) ................................  1% de la masse totale

 

c) L'alcool polyvinylique (PVA) lactophénolé

Ce produit permet de conserver certaines coupes fixées et colorées en milieu aqueux pendant quelques semaines à quelques mois.

 

Préparation selon Marcel Lecomte (qui nous fournit le PVA lactophénolé)

- Dans un 1er flacon mettre 56 mL d'eau bidistillée, chauffer au bain-marie pour amener la T° de l'eau à 80°C ; inclure lentement 8,4 g de PVA en agitant jusqu'à dissolution.
- Dans un 2ème flacon dissoudre 22 mL (= 26,5 g) d'acide lactique dans 22 mL de phénol en solution aqueuse saturée (84g/L, à 20°C) ; s'il reste du phénol non dissous, ajouter au maximum 5 mL d'acide lactique, afin que le mélange soit bien limpide.
- Refroidir le PVA pour le ramener à 30-35°C et le mélanger au lactophénol.

 

Remarque : les structures colorées au Congo prennent une coloration bleu-noir en présence de PVA et deviennent presque illisibles (utiliser dans ce cas le Hoyer ou l'histolaque).

 

d) L'Aquatex

Ce produit est récemment apparu sur le marché. Il est fourni en flacons de 50 mL, prêt à l'emploi.

C'est un milieu de montage hydrophile pour la réalisation de préparations permanentes ; il contient des composés capables de polymériser en intégrant la coupe dans la masse solide finale.

Lors des diverses opérations il faut absolument éviter l'introduction de bulles d'air qu'il est impossible de chasser par la suite.

Les résultats obtenus sont bons mais nous n'avons pas le recul du temps (seulement 2 années) pour juger avec objectivité du devenir à long terme.

Ce produit est disponible auprès de l'AFL, en flacon de 10 mL ; il  se conserver deux à tois années en flacons bien fermés.


 

 

 

 

 

 

 

Objectif Nikon x100 (dry)

 

 

 

Objectif Olympus x100 (dry)

 

 

Certains objectifs x100

s'utilisent sans huile

(objectifs à sec = dry)

 

Leur ouverture numérique ne peut

toutefois pas dépasser la valeur 1

 

 Une bague permet l'ajustement

en fonction de l'épaisseur

de la lamelle couvre-objet

qui n'est pas toujours égale

à 17 µm mais varie en plus ou

en moins autour de cette valeur.

 

L'observation au x1000 et l'immersion

 

L’immersion est une technique de microscopie optique permettant d’augmenter le pouvoir résolvant des objectifs en plaçant entre la lentille frontale de l’objectif à immersion et la lamelle couvre-objet, une goutte d’huile (huile à immersion) dont l’indice de réfraction (n = 1,518) est proche de celui du verre (n = 1,515).

 

- Autrefois on utilisait la résine de cèdre ou huile de cèdre (n = 1,52) mais lorsque celle-ci n’était pas essuyée correctement en fin de séance, elle durcissait et lors du nettoyage, il y avait risque de détérioration de l’objectif à immersion qui est très onéreux.

 

- Actuellement on utilise des huiles de synthèse non résinifiables, à indice de réfraction n = 1,518. Ces huiles ne durcissent pas et il n’est pas nécessaire de nettoyer avec minutie l’objectif après chaque utilisation du microscope ; il suffit d’essuyer l’objectif avec un papier optique. Ces huiles de synthèse sont disponibles en différentes viscosités ; pour les utilisations de platines microscopiques en position verticale elles sont très visqueuses, pour les utilisations en ambiance froide, elles sont très fluides. En mycologie et en lichénologie on utilise uniquement l’huile de viscosité normale

 

Actuellement, les huiles à immersion répondent à certaines normes de fabrication, elles sont dépourvues de biphényls polychlorés toxiques représentant un réel danger pour l'utilisateur qui peut en absorber par la peau lorsqu'il essuie les lamelles et les objectifs du microscope.

 


 

Schéma du dispositif d'observation en immersion homogène avec un objectif planapochromatique de grande ouverture numérique (n= 1,40) : l'huile est nécessaire sur la lamelle mais également entre la lame et le condenseur ; les rayons lumineux ne passent pas dans l'air (n= 1), ils se propagent dans un milieu ayant pratiquement toujours le même indice de réfraction que le verre. Dans la grande majorité des cas, l'huile est simplement placée entre la lamelle et l'objectif.

 

(1) objectif achromatique x100 à immersion d'ouverture numérique égale à 1,25 réglable (avec le diaphragme)

(2) objectif apochromatique x100 à immersion d'ouverture numérique égale à 1,40

(1) objectif apochromatique x60 à immersion d'ouverture numérique égale à 1,40


 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Dispositif Nikon pour examen

en lumière polarisée/nalysée

 

 

 

L'observation en lumière polarisée/analysée

 

Quelques espèces lichéniques (exemple : certains Lecanora) possèdent des cristaux dans la marge de l'apothécie, le sous-hyménium et parfois aussi au niveau de l'épihyménium entre les extrémités des paraphyses. Difficile à distinguer en lumière normale, ils deviennent facilement visibles en lumière polarisée, ce qui permet l’identification de l’espèce.

 

Plusieurs possibilités sont offertes pour la réalisation technique, mais le dispositif le plus simple et suffisant pour une observation de contrôle en lichénologie, consiste à placer un premier morceau de polaroïd sous la lame ou dans le porte-filtre du condenseur, et le deuxième est tenu à la main à la sortie de l'oculaire. Le jeu de 2 plaques de polaroïd est disponible auprès de l’AFL. Il suffit de tourner l'un des deux filtres pour obtenir l'extinction de la lumière (lorsque polariseur et analyseur sont croisés à 90°) et voir apparaître les cristaux, brillant sur un fond noir.

 

À gauche : P = le polariseur, est le morceau de polaroïd que l’on place sous la lame ;

A = l’analyseur est un morceau de polaroïd plus petit que l’on place sur l’oculaire ;

P et A sont orientés dans le même sens, la lumière polarisée par le 1er filtre traverse le second.

À droite : P et A sont croisés, le 2ème filtre arrête la lumière, il y a extinction.

 

Gros cristaux d’un rebord thallin de Lecanora chlarotera

Montage H2O - Lumière polarisée/analysée x10


 

Les flacons et le petit matériel indispensable à la microscopie
seront rangés dans une boîte facile à nettoyer et à transporter


Les produits chimiques indispensables aux études macro- et microscopiques des lichens peuvent être obtenus (à prix de revient) auprès de l'AFL (uniquement par ses membres). La confection des réactifs et la livraison a lieu une fois par an avant la session de microscopie de février au laboratoires de Fontainebleau.

 

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