L'utilisation du microscope optique en Lichénologie
par Jean-Pierre Gavériaux - jp.gaveriaux@numericable.fr - 1ère partie : 1g


1. Constituants et fonctionnement

 

2. Les réglages
fondamentaux

 

3. Photographie
au microscope

1ère partie - Les constituants du microscopique optique


 

 

 

 

Quelques accessoires pour le microscope optique

 

1. La tête trinoculaire (et le phototube)

 

Elle est conçue pour la photomicrographie. Elle permet de prendre des images tout en continuant l'observation binoculaire de l'objet que l'on photographie, ce qui facilite le cadrage et la mise au point. Un sélecteur de trajet des rayons lumineux, à 2 ou 3 positions, permet d'envoyer l'image :
- à 100% vers l'observateur,
- à 100% vers l'appareil de prise de vues,
- de faire une répartition mixte.
La tête trinoculaire facilite beaucoup la prise de vue au microscope ; son prix élevé est toutefois un handicap sérieux. En son absence, la tête binoculaire est remplacée par un phototube vertical ; ce matériel très économique et donne des résultats équivalents.
La liaison d'un photoscope avec un écran d'ordinateur ouvre actuellement des possibilités nouvelles.

 

- A gauche : tête trinoculaire à triple trajet optique (100% vers l'observateur, 100% vers l'appareil photo, 80% vers l'appareil photo et 20% vers l'observateur). L'appareil de prise de vues se fixe au sommet par l'intermédiaire d'un adaptateur spécifique au boîtier.
- A droite : (1) le phototube vertical remplace la tête binoculaire.; on place à son sommet l'adaptateur (2) dans lequel est introduit l'oculaire photo ; le tube (3) est fixé à l'appareil de prises de vues puis bloqué dans l'adaptateur (2).

 

Remarque : Attention lors de l'achat d'une tête trinoculaire, renseignez-vous d'abord sur les capacité de liaison avec votre boîtier photo. Des adaptateurs existent mais ils sont parfois très difficiles à trouver (le vendeur vous dit toujours qu'il est facile de les obtenir mais ensuite vous ne voyez jamais rien venir, nombre de mycologues attendent depuis des années leur adaptateur spécifique).

 

Achetez l'adaptateur en même temps que le microscope et ne payez que si les 2 sont livrés !!!!

 

- A droite : sommet de la tête trinoculaire qui porte un oculaire photo spécifique de l'objectif utilisé ; à gauche : (1) boîtier photo ; (2) tube adaptateur qui se fixe sur le sommet de la tête trinoculaire ;  (3) bague de liaison entre le boîtier (Nikon D70) et l'adaptateur pour la tête trinoculaire Olympus.
 

 

 

 

 

 

2. L'équipement pour la lumière polarisée

 

L'étude de certains genres, le genre Lecanora (ascomycète lichénisé) par exemple, nécessite l'observation de l'apothécie en lumière polarisée-analysée. Cette observation permet de préciser la position, la forme et les dimensions de cristaux biréfringents dont l'étude est indispensable pour la détermination des espèces.

 

Équipement pour observation en lumière polarisée: (P) : polariseur (rotatif) qui se pace sur la lentille de champ, sous le condenseur ;
 (A) : analyseur (escamotable) à placer fixer au sommet du tube optique juste sous la tête bi ou trinoculaire.

Deux morceaux de polaroïd permettent d'obtenir le même résultat. Le polariseur P est placé sous le condenseur tandis que l'analyseur A est maintenu (à la main) sur l'oculaire que l'on peut tourner.


 

 

 

 

 

3. L'équipement pour le contraste de phase

 

Pour observer des structures avec le microscope classique (à fond clair) il est nécessaire de faire agir un certain nombre de colorants. Si on désire observer une structure vivante, en fonctionnement, il n'est pas possible (sauf exception) de la placer dans des colorants toujours ± toxiques.
Ces structures ont toutefois des indices de réfraction différents ; plus une onde lumineuse traverse une structure d'indice de réfraction élevé, plus elle prend de retard dans la phase (par rapport aux ondes qui traversent les milieux environnants d'indice de réfraction plus faible).
Zernicke a inventé une technique qui exploite ce phénomène et permet d'obtenir des images. Deux modifications sont nécessaires :
- Dans le plan focal du condenseur il met un diaphragme en forme d'anneau.
- Dans le plan focal de l'objectif il place une lame de phase annulaire (placée en pratique sur la face de la lentille, la plus proche du plan focal).
- Pour pour le x100, la lame de phase est sur l'une des faces du premier doublet de l'objectif.
- L'image du diaphragme annulaire du condenseur doit recouvrir exactement la lame de phase.

 

(1) Condenseur tourelle ayant un condenseur normal muni de plusieurs anneaux de phase interchangeables ; un anneau est prévu pour chaque objectif x10, x20, x40 et 100. Une position neutre permet l'observation classique en fond clair, dans ce cas l'utilisation du diaphragme normal est possible.
(2) Objectifs spéciaux pour contraste de phase (possédant une lame de phase). Ces objectifs sont nommés Ph1, Ph2, Ph3 ou Ph4 (Phaco 4) suivant leur grandissement x10, x20, x40 ou x100. Pour chaque grandissement, il existe 4 types d'objectifs différents suivant la technique demandée :
- PL : Positif léger
- PLL : Positif très léger
- NH : Négatif élevé
- NM : Négatif moyen
Soit au total 16 objectifs différents. Généralement on se limite au Positif léger (PL chez Olympus, DL chez Nikon). Sur la photo 2 exemple d'objectifs DL.
(3) Lunette de centrage qui permet de faire coïncider l'image de l'anneau du condenseur avec la lame de phase de l'objectif en agissant sur les molettes situées de part et d'autre du condenseur.
- Un filtre vert est souvent utilisé afin de travailler avec une lumière située vers le milieu du spectre (0,6 µm) et éliminer le violet-beu (0,4 µm) et le rouge (0,8 µm).

Rappel : Le déphasage peut produire un contraste de phase positif ou négatif ; positif si une structure d'indice plus élevé donne une image plus sombre ; négatif dans le cas contraire.


 

 

4. L'équipement pour le contraste interférentiel de Nomarski

 

La technique du contraste interférentiel de Nomarski est principalement utilisée pour observer des objets transparents non colorés (des cellules vivantes par exemple). Il donne des images des structures intracellulaires mais également des images des surfaces qui peuvent pratiquement être assimilées à des images 3D.

 

Cette technique ne nécessite pas d'objectifs spéciaux ; elles peut être pratiquée avec les objectifs habituels (ce qui n'est pas le cas en contraste de phase) ; des objectifs "plans"  sont toutefois recommandés.

 

(1) Condenseur à tourelle équipé du premier prisme de Wollaston il faut un prisme pour chaque objectifs x10, x20, x40 et x100. (2) Tube intermédiaire contenant le deuxième prisme de Wollaston se positionnant sous la tête trinoculaire. (3) prisme de Wollaston (cristal de spath d'Islande). Avant le premier prisme, il faut mettre un polariseur et après le deuxième prisme, placer un analyseur ; ce travail en lumière polarisée-analysée nécessite un éclairage puissant (d'où les ampoules de 100 watt présentes à l'arrière de ce type de microscope).

Principe théorique très simplifié de création de l’image :
- le 1er rayon lumineux polarisé arrive sur le 1er prisme de Wollaston ;
- le rayon lumineux est divisé en 2 rayons orthogonaux ;
- chaque rayon est ± dévié en fonction des structures traversées ;
- puis les 2 rayons sont recombinés par le deuxième prisme de Wollaston ;
- envoyés vers l’analyseur qui donne l'image finale.


► En fonction de la différence de phase entre les rayons, un relief (négatif ou positif) apparaît et montre les structures cellulaires.


 

 

5. Le changeur de grossissement

 

Cet accessoire se place juste sous la tête trinoculaire et permet de grossir l'image finale par 1,25 ou 1,50. Un position (1) donne l'image normale. Avec un objectif x1000 et un oculaire x10, ce système optique permet l'observation au grossissement x1500.

 

Changeur de grossissement x1, x1,25 et 1,5 muni d'une lentille de Bertrand
réglable qui permet le centrage des anneaux de phase.
 


 

 

6. L'écran de projection

 

Sur la tête trinoculaire (munie d'un oculaire x3,3 à x10), il est possible de fixer un écran de projection qui donne une image d'environ 15 cm de diamètre. Ces écrans, qui nécessite un éclairage puissant, sont utilisés pour les discussion en groupe et permettent de longues observations sans fatigue.
Actuellement ils sont moins utilisés, l'appareil photo numérique étant facilement relié à un écran de télévision ou à un écran d'ordinateur.

 


 

 

7. Le porte-objectifs interchangeable

 

En photographie les appareils reflex possèdent des objectifs interchangeables. Sur certains microscopes, ce sont les porte-objectifs qui le sont ; on change ainsi très rapidement le bloc des 5 ou 6 objectifs afin de travailler immédiatement sans être obligé de dévisser les anciens objectifs pour monter les nouveaux.
 

Platine 6 objectifs pour Olympus BHS

 

A gauche : gros plan d'un porte-objectifs avec 6 optiques.
Ci-dessus : 3 séries d'objectifs interchangeables :
(1) Objectifs planApo pour travail au fond clair ;
(2) objectifs achromatiques grand champ pour contraste de Nomarski ; (3) Objectifs pour contraste de phase.


 

 

8) Le tube à dessiner

 

 

 

 


 

 

9) Entretien du microscope.

 

Les surfaces peintes et les parties plastifiées du microscope ne nécessitent pas d'entretien particulier, elles seront, si nécessaire, simplement essuyées avec un chiffon imprégné de détergent (en évitant de toucher les parties optiques).

Par contre, il est fondamental que les parties optiques du microscope restent extrêmement propres.

Les tubes porte-oculaires ne seront jamais laissés sans couverture pour éviter que des impuretés entrent dans le tube optique.

Il faut prendre l'habitude de protéger l'appareil par une housse, afin d'éviter que la poussière et des petites saletés viennent se déposer sur les surfaces optiques, ce qui entraînerait une diminution des performances et de la qualité de l'image finale.

 

Malgré ces précautions le nettoyage est parfois nécessaire.

 


Matériel indispensable :
le nettoyant optique, la poire soufflante, les coton-tiges, le papier optique, les chiffonnettes imprégnées de nettoyant optique, la loupe pour vérifier l'état des surfaces optiques.

 

Il faut donc surveiller et éventuellement nettoyer les parties optiques qui présentent des surfaces en contact avec le milieu ambiant :
- Lentille de sortie du collecteur.
- Filtres.
- Condenseur.
- Lentilles frontales (et parfois postérieures) des objectifs.
- Lentilles d'entrée et de sortie du tube optique.
- Oculaires pour l'observation et éventuellement oculaire photo de la tête trinoculaire.

 

Les oculaires sont les parties qui sont le plus fréquemment souillées et il est facile de le savoir si on constate que les petits éléments qui perturbent l'image tournent lorsqu'on fait tourner l'oculaire dans son logement.

 

Nettoyage - 1er temps

Chasser les impuretés avec un pinceau soufflant (une vieille poire à lavement convient parfaitement). L'air (sec) emporte les petites particules qui ne seront pas frottées ensuite sur les lentilles.

On peut également souffler de l'air avec la bouche mais il y condensation de vapeur d'eau et parfois projection des petites impuretés.

 

Nettoyage - 2ème temps
Éliminer les traces diverses avec un papier optique imprégné d'un liquide nettoyant.

 

Quel nettoyant optique utiliser ?
Il faut systématiquement éliminer le benzène et le toluène ; ces produits sont toxiques et dangereux pour la santé. Les lentilles ne sont plus collées avec du baume du Canada, mais par polymérisation de résines synthétiques et les fabricants demandent d'utiliser :
- pour Zeiss et Nikon de l'alcool à 90°,
- pour Olympus un mélange alcool/éther (dans les proportions 3/7), ce mélange étant conservé dans un petit flacon en verre.
- Les pochettes nettoyantes pour lunettes, imprégnées d'un produit peu agressif, peuvent également être utilisées.

 

Nettoyage des petites surfaces optiques (lentilles des objectifs)

 

Recouvrir un coton tige d'un morceau de papier optique (à défaut un morceau d'essuie-tout ou de mouchoir en papier non pelucheux) ; déposer quelques gouttes de nettoyant optique ; frotter en tournant, en partant du centre de la lentille vers sa périphérie. Le mélange éther/alcool s'évapore très vite ; vérifier ensuite avec la loupe de terrain que la surface est uniformément propre.

 

Nettoyage des surfaces optiques plus importantes (condenseurs et filtres)

 

Le principe est le même, il faut frotter en partant du centre vers la périphérie mais il suffit cette fois de plier la lingette imprégnée de nettoyant.

 

En fonction de la surface à nettoyer, on peut utiliser le coton tige, le coton tige ou le doigt recouvert de papier optique plié. Ces papiers d'essuyage optique, fabriqués à partir de pures fibres de chanvre, sont très fins et ne peluchent pas.

 

Nettoyage d'un objectif à immersion ou d'un objectif à sec ayant reçu de l'huile

 

Si vous utilisez une huile de synthèse non résinifiable, il n'est pas indispensable de nettoyer complètement l'objectif à immersion après chaque usage ; il suffit de l'essuyer avec un papier optique. Il ne sera nettoyé minutieusement qu'en cas d'une longue inutilisation.

 

Ne pas essuyer (comme cela était conseillé dans les anciennes publications) avec le gras du doigt. Certaines huiles contiennent des produits toxiques absorbables par la peau. Les huiles actuellement vendues sont dépourvues de biphényls polychlorés toxiques mais de nombreux mycologues utilisent toujours l'huile achetée il y a quelques années (un flacon d'huile de 100 mL étant suffisant pour plusieurs décennies).

 

ATTENTION

Seul l'objectif à immersion est prévu pour fonctionner dans l'huile. Ne pas mettre d'huile sur le x40 à sec. Regarder les couleurs (bleu pour le 40 et blanc pour le 100) et les indications portées sur l'objectif.

 

Lorsqu'un objectif à sec (en général le 40) est malheureusement positionné dans la goutte d'huile :
- baisser immédiatement la platine,
- tourner le porte-objectifs pour éviter la contamination des objectifs,
- essuyer immédiatement l'objectif contaminé avec une lingette sèche
- nettoyer enfin avec une lingette
imprégnées de nettoyant optique.
 Certains objectifs ont une lentille frontale concave, le nettoyage est plus délicat ; l'objectif doit être enlevé et nettoyé sous la loupe binoculaire.

 

Après observation à l'immersion, tourner légèrement le porte-objectifs pour que la goutte d'huile soit placée entre le x100 et le x40. Essuyer la lamelle, essuyer l'objectif x100.

 

A défaut de loupe binoculaire, la petite loupe de terrain

permet de vérifier l'état de propreté des petites lentilles des objectifs.

 

Nettoyage des lames et lamelles

 

L'ensemble des lentilles étant parfaitement propre, la préparation microscopique doit l'être également.
Il est donc recommandé de nettoyer les lames avant de faire une préparation.
On peut envoyer un peu de buée en soufflant légèrement sur la lame et essuyer celle-ci avec un mouchoir en papier jusqu'à observer une transparence correcte.
 Cette opération est faite pour chaque face de la lame.
Parfois, il est nécessaire de les nettoyer à l'alcool. si l'on fait ce nettoyage à l'avance (ce qui est préférable) il faut envelopper les lames propres par petits paquets dans des mouchoirs en papier qui seront ouverts juste avant l'emploi.
Lorsque l'on fait de la photomicrographie, il est conseillé d'utiliser des lames spéciales, à transparence améliorée et sans défauts optiques (de type Superfrost par exemple).

 

Remarque : parfois, lorsque la préparation est terminée, il est nécessaire de nettoyer la lame (parfois aussi la lamelle) suite aux manipulations indispensables à la dissociation des fragments.

 

Quant aux lamelles, étant donné leur prix modique, il est recommandé d'utiliser une lamelle neuve pour chaque préparation.
Sinon, on peut les récupérer dans un petit flacon rempli d'eau additionnée de détergent et les nettoyer lorsque le stock atteint 100 ou 200. Il faut veiller à les rincer dans un bain final avec une eau déminéralisée ou dans l'alcool et les faire sécher sur du papier essuie-tout.


Les produits chimiques indispensables aux études macro- et microscopiques des lichens peuvent être obtenus (à prix de revient) auprès de l'AFL (uniquement par ses membres). La confection des réactifs et la livraison a lieu une fois par an avant la session de microscopie de février au laboratoires de Fontainebleau.

 

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